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一、性別區(qū)分

 

小鼠和大鼠的性別區(qū)分主要依據(jù)生殖器官與肛門之間的距離、有無毛發(fā)覆蓋以及乳頭的明顯程度等特征。以下分別講解：

 

1、生殖器與肛門的距離：

 

雄性小鼠和大鼠的生殖器與肛門之間的距離較長，而雌性則較短。這一特征在幼齡仔鼠中尤為明顯，因?yàn)樗鼈兊耐馍称魑闯墒欤枰ㄟ^觀察這些部位的距離來判斷性別。

 

 

2、毛發(fā)覆蓋情況：

 

雄性小鼠和大鼠在生殖器與肛門之間通常會(huì)有毛發(fā)生長，而雌性則沒有毛發(fā)覆蓋，兩者之間可以見到一條縱行的溝。

 

3、乳頭的明顯程度：

 

雌性小鼠和大鼠的乳頭比雄性更為明顯。

 

4、生殖器官：

 

雄性陰莖朝頭的方向突出，可輕輕擠壓包皮使其露出而確認(rèn)。雌性較小時(shí)可見閉合的陰道口，擠壓亦可張開。

 

5、外觀：

 

在某些情況下，雄鼠可能比雌鼠體型稍大，但這并不是絕對(duì)的，因?yàn)轶w型大小還受到品種、年齡和營養(yǎng)狀況等多種因素的影響。

 

此外，新生小鼠和大鼠與成年鼠的性別區(qū)分可以參考以下建議：

 

（1）新生仔鼠：新生仔鼠的性別鑒定主要依靠外生殖器與肛門之間的距離。近者為雌性，遠(yuǎn)者為雄性。

 

（2）成年鼠：成年雄鼠的陰囊明顯可見；雌鼠可見陰道開口且乳頭明顯。

 

需要注意的是，不同文獻(xiàn)對(duì)具體細(xì)節(jié)描述略有差異，但總體上一致認(rèn)為生殖器與肛門之間的距離是最重要的鑒別標(biāo)志。

 

二、編號(hào)

 

小鼠與大鼠的編號(hào)方法主要分為染色法、耳孔法和剪趾法等。以下是詳細(xì)說明：

 

1、染色法：

 

使用毛筆或棉簽蘸取不同顏色的化學(xué)藥品（如苦味酸或中性紅）涂染在小

 

鼠特定部位的毛發(fā)上，以代表不同的編號(hào)。

 

編號(hào)次序采用九分法原則：先左后右、由前至后。

 

此方法適用于短期實(shí)驗(yàn)的小鼠，因?yàn)闀r(shí)間長了染料易退掉。

 

2、耳孔法：

 

使用專用的打孔器在小鼠耳朵上打孔或剪不同的缺口，用位置和孔數(shù)進(jìn)行標(biāo)記。一般右耳表示個(gè)位數(shù)，左耳表示十位數(shù)。

 

具體操作包括：右耳緣內(nèi)側(cè)的小孔表示1、2、3，耳緣外側(cè)的單缺口表示4、5、6；左耳則相反。

 

對(duì)于黑色或棕色小鼠及裸鼠，可以采取特殊的編號(hào)方法，例如雙耳無孔為1號(hào)，左耳打孔為2號(hào)，右耳打孔為3號(hào)，雙耳打孔為4號(hào)。

 

適用于短期實(shí)驗(yàn)的大小老鼠，并且需要保證編號(hào)不對(duì)動(dòng)物生理或?qū)嶒?yàn)反應(yīng)產(chǎn)生影響。

 

3、剪趾法：

 

斷趾法是最常見的編號(hào)方法之一，根據(jù)對(duì)新生小鼠前肢4趾和后肢5趾的切斷位置來進(jìn)行編號(hào)。應(yīng)切斷其一段趾骨，不能只斷趾尖，防止傷口痊愈后辨別不清楚。

 

此方法常用于出生7天內(nèi)的小鼠，并且需要在小仔5-7日齡內(nèi)進(jìn)行斷趾。

 

三、抓拿固定

 

小鼠： 習(xí)慣用右手的同學(xué)，建議使用右手抓住小鼠尾部，將其提起并放在鼠籠鐵紗網(wǎng)上或粗糙物上。在小鼠向前掙脫時(shí)，用左手的拇指和食指抓住其頸部皮膚，并以左手的小指和掌部夾住其尾部。空出的右手進(jìn)行后續(xù)實(shí)驗(yàn)，習(xí)慣用左手的同學(xué)則相反操作。

大鼠：習(xí)慣用右手的同學(xué)，建議戴上防護(hù)手套，用右手抓住大鼠尾巴中部提起，左手按住背部皮膚?？墒褂檬中g(shù)臺(tái)固定，將大鼠四肢放入手術(shù)臺(tái)松緊環(huán)內(nèi)，收緊環(huán)扣以固定?？粘龅挠沂诌M(jìn)行后續(xù)實(shí)驗(yàn)，習(xí)慣用左手的同學(xué)則相反操作。

 

注意事項(xiàng)：

 

1、在整個(gè)過程中應(yīng)保證人身和動(dòng)物的安全，避免粗暴動(dòng)作，防止動(dòng)物咬傷或造成應(yīng)激反應(yīng)。

 

2、捉拿和固定時(shí)要膽大心細(xì)，不可粗暴對(duì)待動(dòng)物。

 

3、小鼠尾巴的尾端容易斷裂，抓小鼠應(yīng)抓尾巴中部或根部。

 

4、大鼠的門齒很長，在抓取方法不當(dāng)而受到驚嚇或激怒時(shí)易將操作者手指咬傷，所以，取用時(shí)應(yīng)輕輕抓住其尾巴后提起。

 

四、采血

 

實(shí)驗(yàn)動(dòng)物的采血是動(dòng)物實(shí)驗(yàn)中常見的操作，其方式多種多樣，應(yīng)根據(jù)具體實(shí)驗(yàn)需求和動(dòng)物福利原則選擇合適的采血方式。以下以小鼠、大鼠為例講述實(shí)驗(yàn)動(dòng)物的采血方式：

 

1、尾尖采血

 

這是最常用且操作簡便的方法之一。首先將小鼠固定并暴露其尾巴，通常將其浸泡在40-50℃的溫水中幾分鐘或用酒精棉球擦拭鼠尾，使血管充盈。然后用無菌手術(shù)刀快速剪去尾尖1-2mm，血液會(huì)自然流出。

 

圖片來源于BioMice百奧動(dòng)物

 

2、摘眼球采血

 

用左手拇指、食指和中指抓取小鼠的頸部頭皮，小指和無名指固定尾巴。輕壓需要摘取的眼部皮膚，使眼球充血突出。用眼科剪剪去小鼠的胡須，防止血從胡須處留下引起溶血。用眼科彎鑷夾取眼球并快速摘取，并使血液從眼眶內(nèi)流入0.5ml EP管中。

 

3、眼眶靜脈叢采血：

 

此方法適用于多次重復(fù)采血，具有成功率高、死亡率低的優(yōu)點(diǎn)。但需要注意的是，該方法不能采集到無菌的血樣，因?yàn)檠褐锌赡芑煊醒鄹C內(nèi)的組織液和腺體分泌物。采血后需要一定的組織修復(fù)時(shí)間，一般兩次采血間隔應(yīng)為10-14天。

 

圖片來源于BioMice百奧動(dòng)物

 

4、心臟采血：

 

這種方法較為復(fù)雜，需要將小鼠麻醉后仰臥固定于動(dòng)物臺(tái)上，剪去胸前區(qū)被毛，皮膚消毒。使用4-5號(hào)針頭的注射器在左側(cè)第3-4肋間心搏動(dòng)最強(qiáng)處進(jìn)針刺入心臟，緩慢回抽針筒以獲取血液樣本。

 

圖片來源于BioMice百奧動(dòng)物

 

5、頸靜脈采血：

 

無需麻醉，直接從穿刺點(diǎn)進(jìn)針采集血液。此方法要求操作者技術(shù)嫻熟，并且由于動(dòng)物未麻醉和相應(yīng)的器械固定，動(dòng)物容易掙扎，增加進(jìn)針難度。

 

圖片來源于集萃藥康

 

6、隱靜脈采血：

 

常用于少量血液采集，無需麻醉。待動(dòng)物固定后，在后腿外側(cè)區(qū)域剃毛后暴露采血點(diǎn)，用采血針刺入即可獲得血液樣本。

 

圖片來源于BioMice百奧動(dòng)物

 

7、頜下靜脈叢采血：

 

這是一種快速、簡單且人性化的小鼠采血方法，通過面部進(jìn)針點(diǎn)采集血液。該方法保證順利采集實(shí)驗(yàn)血樣的基礎(chǔ)上將對(duì)動(dòng)物的影響降到最低。

 

圖片來源于南模生物

 

注意事項(xiàng)：

 

（1）操作迅速、輕柔，避免對(duì)動(dòng)物造成不必要的傷害。

 

（2）確保每次采血前后都進(jìn)行適當(dāng)?shù)闹寡胧苑乐钩鲅^多。

 

（3）尾尖在長期反復(fù)取血的情況下，應(yīng)先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐漸向近心端穿刺。

 

（4）盡量在滿足實(shí)驗(yàn)要求的基礎(chǔ)上選擇簡單易行且對(duì)動(dòng)物傷害較小的采血方法。

 

五、處死

 

小鼠與大鼠的處死方法多種多樣，但主要可以歸納為以下幾種：

 

1、頸椎脫臼法：

 

這是大鼠和小鼠最常用的處死方法。即使用外部力量使動(dòng)物的頸椎脫臼，從而導(dǎo)致脊髓與腦髓斷開，使動(dòng)物迅速失去生命體征。

 

詳細(xì)步驟如下：

 

（1）先將大、小鼠麻醉。

 

（2）用右手抓住鼠尾根部并將其提起，放在鼠籠蓋或其他粗糙面上。用左手固定枕寰關(guān)節(jié)。

 

（3）右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方，快速使枕寰關(guān)節(jié)脫臼。

 

（4）脊髓與腦干斷離，動(dòng)物立即死亡。 

 

 

2、二氧化碳窒息法：

 

將小鼠或大鼠放入盛有二氧化碳?xì)怏w的容器中，通過替換氧氣達(dá)到窒息效果。因其使用簡便、危害小、低成本等優(yōu)點(diǎn)被廣泛應(yīng)用于小型動(dòng)物的安樂死。對(duì)于犬、豬等大型動(dòng)物，暴露于不斷增加濃度的二氧化碳下會(huì)引發(fā)嚴(yán)重的掙扎和痛苦，因此不適用于這些動(dòng)物。

 

詳細(xì)步驟如下：

 

（1）準(zhǔn)備干凈、透明的裝有通氣孔的密閉盒及二氧化碳鋼瓶。

 

（2）提供空氣或氧氣使大鼠或小鼠適應(yīng)低氧的環(huán)境。

 

（3）持續(xù)增加CO?濃度，直到達(dá)到100%。AVMA（美國獸醫(yī)協(xié)會(huì)）要求CO?置換率為每分鐘30%-70%容器體積，以確保在引起疼痛之前，動(dòng)物已失去意識(shí)。

 

（4）給藥后，觀察小鼠或大鼠反應(yīng)。若出現(xiàn)呼吸或心跳停止，則二氧化碳量足夠。

 

（5）在動(dòng)物失去生命體征后，可以通過物理方法（如氣管穿孔）確認(rèn)死亡。